Il corso si propone di fornire agli studenti nozioni su tecnologie molecolari per l'amplificazione e la caratterizzazione di sequenze nucleotidiche e per lo studio di genomi e trascrittomi, nonché nozioni riguardanti approcci per lo studio della cromatina, degli RNA non codificanti e per editing genomico. Saranno acquisiti elementi di bioinformatica per l'analisi dei genomi e per la ricerca di informazioni biologiche su banche dati.  Il corso inoltre fornirà una panoramica di metodi per la realizzazione di modelli cellulari e animali per lo studio di malattie. 

1    Nozioni di base di bioinformatica 
1.1    Database primari e derivati; gene ontology database; navigatori genomici; tools per l'analisi di sequenze nucleotidiche/proteiche (BLAST)
2    Amplificazione degli acidi nucleici
2.1    Tecniche basate sulla PCR e non basate sulla PCR
2.2    Tecniche per l'amplificazione dell'intero genoma e del trascrittoma
3    Real-time PCR: principi e chimiche
3.1    Quantificazione assoluta degli acidi nucleici: applicazioni e analisi dei dati
3.2    Metodi per la genotipizzazione basati su utilizzo di sonde
3.3    Analisi di melting e High Resolution Melt (HRM): principi ed esempi di applicazione
4    Digital PCR e droplet digital PCR
4.1    Principi e applicazioni per l'analisi di cfDNA e diagnosi prenatale
5    DNA Microarrays 
5.1    principi di fabbricazione
5.2    microarray planari e non planari (in sospensione)
5.3    applicazioni nello studio del trascrittoma e per analisi di sequenze (SNP arrays, CGH arrays, arrays per la rilevazione e caratterizzazione di microrganismi).
6    Tecnologie di sequenziamento di nuova generazione (NGS)
6.1    Tecnologie basate sul pirosequenziamento
6.2    Tecnologie basate sull'utilizzo di terminatori reversibili
6.3    Tecnologie basate su DNA ligasi (SOLiD)
6.4    Tecnologie basate su rilevazione di ioni idrogeno (ion torrent)
6.5    Third generation sequencing (PacBio sequencing)
7    Applicazioni del sequenziamento NGS 
7.1    targeted resequencing, exome sequencing, deep-sequencing, trascrittomica, ChIP-sequencing, metagenomica e analisi del microbioma, analisi degli acidi nucleici liberi circolanti; analisi su singola cellula.
8    RNA interference
8.1    Tecniche per lo studio dei microRNA
8.2    Silenziamento genico mediato da miRNA
9     Ingegneria genomica tramite metodi basati su meganucleasi
9.1    Zinc finger nucleasi
9.2    TALEN nucleasi
9.3     CRISPR/Cas9
9.4    Editing genomico mediato da CRISPR/Cas9 in modelli cellulari e animali
10    Modelli cellulari di malattia
10.1    Vantaggi, indicazioni e limiti dei modelli cellulari
10.2    Colture cellulari primarie e linee cellulari
10.3    Tecniche per il mantenimento e il controllo delle cellule in coltura
10.4    Cellule staminali embrionali e adulte (Caratteristiche, differenziamento, strategie d’uso)
10.5    Trasferimento genico transiente e stabile: utilizzo di vettori virali
10.6    modificazione dell’espressione genica in cellule animali (mutagenesi, knock-in e knock-out genico, strategie antisenso)
11    Modelli animali
11.1    Invertebrati e vertebrati comunemente utilizzati nella ricerca sperimentale
11.2    Approcci per creazione di modelli animali di malattia (Modelli transgenici knock-in, knock-out, knock-out condizionale: sistemi Tet, Cre-lox)

Conoscenza e capacità di comprensione. Lo studente dovrà mostrare il possesso di solide nozioni di biologia molecolare di base e buona conoscenza dei principi alla base delle tecnologie molecolari trattate durante il corso. 

Capacità di applicare conoscenza e comprensione. Lo studente dovrà essere in grado di contestualizzare le conoscenze acquisite in applicazioni nel campo della ricerca di agenti terapeutici e/o della diagnostica clinica o ambientale.

Autonomia di giudizio. Lo studente dovrà essere in grado di valutare in modo critico il tipo di tecnologia, tra quelle trattate durante il corso, più adatto per ottenere informazioni utili nei diversi contesti del campo della ricerca di agenti terapeutici o della diagnostica.

Abilità comunicative. Lo studente dovrà essere in grado di descrivere le tecnologie molecolari e i modelli utilizzati per la ricerca sperimentale esprimendosi chiaramente, con termini appropriati e con esempi opportuni.

Capacità di apprendimento. Lo studente sarà in grado di costruire un suo percorso di apprendimento in maniera critica ed autonoma, servendosi del materiale di studio fornito dal docente e di materiale di approfondimento che lui stesso potrà procurarsi.

Il materiale didattico predisposto dalla/dal docente in aggiunta ai testi consigliati (come ad esempio diapositive, dispense, esercizi, bibliografia) e le comunicazioni della/del docente specifiche per l'insegnamento sono reperibili all'interno della piattaforma Moodle › blended.uniurb.it

Attività di laboratorio riguardanti qPCR e analisi HRM per la rilevazione di SNPs

Modalità didattiche

Lezioni frontali

Obblighi

Nessuno

Testi di studio

• Molecular diagnostics. Fundamentals, methods and clinical applications. Buckingham L. 3rd edition. 2019. Ed. F.A. DAVIS
• Tecniche e metodi per la biologia molecolare - Amaldi, Benedetti, Pesole, Plevani - 2020. CEA casa editrice ambrosiana (Zanichelli)
• Cellular and Animal Models in Human Genomics Research - Katherina Walz Juan I. Young - 2019 . Academic press (Elsevier)
• I files delle lezioni e alcune reviews pubblicate su riviste scientifiche internazionali saranno resi disponibili online (piattaforma moodle).

Modalità di
accertamento

Esame orale. Nel corso dell’esame lo studente dovrà dimostrare: di aver acquisito la piena padronanza dei concetti trattati durante il corso;  di essere in grado di fare collegamenti logici tra le tecnologie apprese e le loro applicazioni;  di essere in grado di esporre le proprie argomentazioni in modo rigoroso ed in tempo limitato, utilizzando un linguaggio scientifico appropriato. L'esame orale viene giudicato con voto in trentesimi.

Disabilità e DSA

Le studentesse e gli studenti che hanno registrato la certificazione di disabilità o la certificazione di DSA presso l'Ufficio Inclusione e diritto allo studio, possono chiedere di utilizzare le mappe concettuali (per parole chiave) durante la prova di esame.

A tal fine, è necessario inviare le mappe, due settimane prima dell’appello di esame, alla o al docente del corso, che ne verificherà la coerenza con le indicazioni delle linee guida di ateneo e potrà chiederne la modifica.

Testi di studio

• Molecular diagnostics. Fundamentals, methods and clinical applications. Buckingham L. 3rd edition. 2019. Ed. F.A. DAVIS
• Tecniche e metodi per la biologia molecolare - Amaldi, Benedetti, Pesole, Plevani - 2020. CEA casa editrice ambrosiana (Zanichelli)
• Cellular and Animal Models in Human Genomics Research - Katherina Walz Juan I. Young - 2019 . Academic press (Elsevier)
• I files delle lezioni e alcune reviews pubblicate su riviste scientifiche internazionali saranno resi disponibili online (piattaforma moodle).

Modalità di
accertamento

Esame orale. Nel corso dell’esame lo studente dovrà dimostrare: di aver acquisito la piena padronanza dei concetti trattati durante il corso;  di essere in grado di fare collegamenti logici tra le tecnologie apprese e le loro applicazioni;  di essere in grado di esporre le proprie argomentazioni in modo rigoroso ed in tempo limitato, utilizzando un linguaggio scientifico appropriato. L'esame orale viene giudicato con voto in trentesimi.

Disabilità e DSA

Le studentesse e gli studenti che hanno registrato la certificazione di disabilità o la certificazione di DSA presso l'Ufficio Inclusione e diritto allo studio, possono chiedere di utilizzare le mappe concettuali (per parole chiave) durante la prova di esame.

A tal fine, è necessario inviare le mappe, due settimane prima dell’appello di esame, alla o al docente del corso, che ne verificherà la coerenza con le indicazioni delle linee guida di ateneo e potrà chiederne la modifica.