Il corso intende fornire le nozioni di base relative ai metodi di indagine biochimica, guidare lo studente alla comprensione delle loro possibili applicazioni, nonchè delle specifiche opportunità offerte da un singolo metodo rispetto agli altri, nella raccolta dei dati sperimentali. Tramite alcune esercitazioni di laboratorio, il corso intende  fornire anche le conoscenze pratiche per la manipolazione di cellule e tessuti e per la determinazione e caratterizzazione di enzimi e metaboliti.

Il processo scientifico.

Il metodo ipotetico deduttivo, rapporto fra scienza e tecnica, ricaduta sulla società delle scoperte scientifiche e della tecnologia.  Il codice etico nelle ricerche biomediche.

Studi in vivo ed ex-vivo.

Utilizzo di animali da esperimento: modificazione della dieta, somministrazione di farmaci, animali transgenici e knoch out. Metodi di studio basati su organi perfusi e fettine di tessuto, disgregazione del tessuto e semina delle cellule da tessuti normali e tumorali. Separazione di cellule: gradiente di densità continuo e isopicnico.

Omogenati cellulari.

Omogenizzazione delle cellule con potter, ultraturrax, sonicazione, omogenizzatori in continuo a pressione. Lisato di eritrociti con tamponi, antiproteolitici, composti riducenti. (con esperienza di laboratorio) Destromizzazione e uso delle membrane Separazione degli organuli cellulari con centrifugazione isopicnica.

Studio degli enzimi e delle proteine.

Dosaggio dell’attività enzimatica con metodi spettrofotometrici ( con esperienza di laboratorio), fluorimetrici, radiochimici. Cinetica enzimatica: calcolo della Km, Ki, Ka. Studio del tipo di inibizione: competitiva, non competitiva, incompetitiva e mista. Uso degli analoghi dei substrati, effetto del pH e della temperatura.

Quantificazione delle proteine: assorbanza a 280 e 260 nm, metodo del Biureto, di Lowry, di Bradford ( con esperienza di laboratorio). Purificazione delle proteine con tecniche cromatografiche: gel filtrazione, cromatografia a scambio ionico, cromatografia di affinità, cromatografia di immunoaffinità, cromatografia per interazioni idrofobiche, cromatografia a fase inversa .

Elettroforesi. Elettroforesi su gel di poliacrilammide in condizioni native o denaturanti (SDS-PAGE), (con esperienza di laboratorio) tecniche di rivelazione, analisi quantitativa densitometrica delle bande, determinazione del peso molecolare, elettroforesi su gradiente, elettroforesi preparativa, isoelettrofocalizzazione, elettroforesi bidimensionale, western blotting.

Dosaggio dei metaboliti. Deproteinizzazione acida o basica. Dosaggio di metaboliti con metodi spettrofotometrici (con esperienza di laboratorio), spettrofluorimetrici, Dosaggio ATP, glucosio. Uso dell’HPLC.

Tecniche immunologiche.

Produzione di anticorpi policlonali e monoclonali, Purificazione di anticorpi, verifica della immunoreattività, curve di immunotitolazione, applicazioni immunoistochimiche e citochimiche, sistemi ELISA. Metodi radiochimici (RIA).

Spettroscopie avanzate. Spettrometria di massa, NMR, EPR, spettroscopia di assorbimento atomico

Si richiede l'esame di Biochimica del secondo anno di L-13

Si farà riferimento ai risultati previsti dai descrittori di Dublino

Testo consigliato: De Marco-Cini “Principi di metodologie biochimiche”, Piccin, 2009 

Files di PPT delle lezioni frontali e file in word delle esperienze di laboratorio.

Modalità didattiche

Lezioni frontali, laboratori, esercitazioni di gruppo e test individuali con domande a risposta aperta

Obblighi

Non viene imposto l'obbligo di frequenza ma è vivamente consigliato frequentare le attività pratiche e di laboratorio perchè mirate alla professionalità

Testi di studio

 De Marco-Cini “Principi di metodologie biochimiche”, Piccin, 2009;

 

Modalità di
accertamento

esame orale

Disabilità e DSA

Le studentesse e gli studenti che hanno registrato la certificazione di disabilità o la certificazione di DSA presso l'Ufficio Inclusione e diritto allo studio, possono chiedere di utilizzare le mappe concettuali (per parole chiave) durante la prova di esame.

A tal fine, è necessario inviare le mappe, due settimane prima dell’appello di esame, alla o al docente del corso, che ne verificherà la coerenza con le indicazioni delle linee guida di ateneo e potrà chiederne la modifica.

Modalità didattiche

Prelevare i ppt delle lezioni dalla biblioteca area scientifica, il libro di testo e i protocolli delle esperienze di laboratorio che saranno la premessa indispensabile per sostenere l'esame

Obblighi

Procurarsi e comprendere le esperienze di laboratorio

Testi di studio

 Testo consigliato: De Marco-Cini “Principi di metodologie biochimiche”, Piccin, 2009

 Lezioni teoriche con laboratori ( per i quali e rilasciato il protocollo di lavoro) ed esame orale.

Modalità di
accertamento

Esame orale

Disabilità e DSA

Le studentesse e gli studenti che hanno registrato la certificazione di disabilità o la certificazione di DSA presso l'Ufficio Inclusione e diritto allo studio, possono chiedere di utilizzare le mappe concettuali (per parole chiave) durante la prova di esame.

A tal fine, è necessario inviare le mappe, due settimane prima dell’appello di esame, alla o al docente del corso, che ne verificherà la coerenza con le indicazioni delle linee guida di ateneo e potrà chiederne la modifica.

Lo studente dave procurarsi il materiale indicato nelle precedenti sezioni con largo anticipo prima dell'esame